Arrêté du 7 août 2015 modifiant l'arrêté du 25 janvier 2010 établissant le programme de surveillance de l'état des eaux en application de l'article R. 212-22 du code de l'environnement

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ANNEXE IV
PRÉCONISATIONS POUR LES MÉTHODES À UTILISER POUR LE CONTRÔLE DES ÉLÉMENTS DE QUALITÉ, PARAMÈTRES OU GROUPES DE PARAMÈTRES POUR LE PROGRAMME DE SURVEILLANCE DES EAUX DE SURFACE


De manière générale, la période à laquelle les contrôles sont effectués doit être déterminée de manière à réduire au maximum l'effet des variations saisonnières et/ ou des évènements hydrologiques particuliers sur les résultats.
Les analyses des eaux, des sédiments et du biote nécessaires à la mise en œuvre et au suivi du programme de surveillance sont effectuées par des laboratoires agrées pour les éléments de qualité et paramètres analysés conformément aux dispositions prévues par l'article L. 212-2-2 du code de l'environnement.
Les modalités d'agrément des laboratoires sont définies par l'arrêté du 27 octobre 2011 portant modalités d'agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l'eau et des milieux aquatiques au titre du code de l'environnement.
Dans le cas où ces méthodes ne sont pas disponibles ou ne sont pas adaptées aux spécificités des milieux, notamment en outre-mer, le préfet coordonnateur de bassin fixe les méthodes à utiliser dans le bassin et les notifie à l'Office national de l'eau et des milieux aquatiques.
Dans certains cas, le respect des objectifs de bon état et de non-dégradation des masses d'eau peut nécessiter la mise en œuvre de limites de quantification qui soient inférieures à celles mentionnées dans l'avis relatif aux limites de quantification des couples « paramètre-matrice » de l'agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l'eau et des milieux aquatiques. La fixation de LQ plus contraignantes pour la mise en œuvre de la surveillance est alors laissée à l'appréciation des bassins.


1. Description des outils, méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons pour les cours d'eau
1.1. Eléments biologiques


Les méthodes de mesure, de prélèvement et d'analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous.
Les documents de référence technique indiqués peuvent être, selon les cas, des protocoles techniques, des normes expérimentales ou homologuées, des guides techniques. Certains de ces référentiels étant encore évolutifs, il conviendra d'utiliser les versions et documents d'application les plus à jour. Par exemple, les normes qui auront été publiées en remplacement de protocoles techniques, ainsi que les guides d'application (série GA de l'AFNOR) publiés en appui à l'application des normes.
Pour les éléments biologiques, les fréquences de contrôle sont indiquées à l'annexe VI du présent arrêté.
Pour assurer le suivi des opérations de surveillance comme pour permettre la mise en œuvre des prescriptions de démarche qualité, le lieu de chaque mesure hydrobiologique sera tracé avec précision. Les coordonnées géographiques précises des limites du « point de prélèvement » (au sens du dictionnaire SANDRE), exprimées dans le système Lambert 93, seront relevées lors de chaque mesure. Le point exact à considérer est celui précisé dans chaque protocole d'échantillonnage ou de relevé hydrobiologique.


1.1.1. Phytoplancton


La définition du protocole est uniquement applicable en métropole et en Guyane. Cet élément de qualité biologique est jugé non pertinent pour les DOM insulaires.
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Protocole standardisé d'échantillonnage et de conservation du phytoplancton en grands cours d'eau applicable aux réseaux de mesure DCE, version 2, Cemagref, décembre 2010.


Méthodes ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme européenne : NF EN 15204. Qualité de l'eau-Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
-l'application de cette norme doit suivre les prescriptions du détail opératoire précisées dans le chapitre « analyse du phytoplancton » du protocole standardisé en plan d'eau (cf. paragraphe 2.1.1.).


1.1.2. Phytobenthos : diatomées
1.1.2.1. Méthodes ou principes applicables en métropole


Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD).


1.1.2.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique


Guide méthodologique de mise en œuvre des indices diatomique Antilles (IDA). A paraître en 2016.
Dans l'attente de l'édition du guide méthodologique de mise en œuvre de l'IDA, hormis en ce qui concerne l'identification des taxons, les référentiels méthodologiques et les spécificités antillaises de mise en œuvre sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD) ;
-Compte tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique des Antilles françaises, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires comme la nature du support et la surface à échantillonner (J. GUEGUEN, A. EULIN, E. LEFRANCOIS, S. BOUTRY, J. ROSEBERY, M. COSTE, F. DELMAS. Programme d'étude et de recherche 2009-2012. Mise au point d'un indice de bioindication de la qualité de l'eau des cours d'eau antillais à partir des diatomées : l'IDA. Rapport final-VF (12-03-2013). Irstea-Cemagref, Asconit Consultants).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD).


1.1.2.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion


Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice diatomique Réunion (IDR). A paraître en 2016.
Dans l'attente de l'édition du guide méthodologique de mise en œuvre de l'IDR, hormis en ce qui concerne l'identification des taxons, les référentiels méthodologiques et les spécificités réunionnaises de mise en œuvre sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD) ;
-Compte tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de La Réunion, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires (S. BOUTRY, G. GASSIOLE, J. ROSEBERY, J. L. GIRAUDEL, F. PERES, M. COSTE, F. DELMAS. Mise au point d'un indice diatomique pour les cours d'eau de La Réunion (IDR) : Rapport final sur la démarche d'élaboration de l'indice (Version finale 10-10-2012). Irstea-Cemagref, Asconit Consultants, Université de Bordeaux.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD).


1.1.2.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte


Un indice de bioindication de la qualité de l'eau des cours d'eau mahorais à partir des diatomées est en cours de développement pour le troisième cycle. Dans l'attente de la livraison de cet indicateur et de son guide méthodologique de mise en œuvre, les méthodes à utiliser sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD) ;
-Compte tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Mayotte, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner …).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD).


1.1.2.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane


Un indice de bioindication de la qualité de l'eau des cours d'eau guyanais à partir des diatomées est en cours de développement pour le troisième cycle DCE. Dans l'attente de la livraison de cet indicateur et de son guide méthodologique de mise en œuvre, les méthodes à utiliser sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD) ;
-Compte tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Guyane, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner …).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD).


1.1.3. Macrophytes : angiospermes, bryophytes ptéridophytes et macro-algues


La définition du protocole est uniquement applicable en métropole. Ces éléments de qualité biologique sont jugés non pertinents pour les DOM.
Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : NF T90-395. Qualité de l'eau-Détermination de l'indice biologique macrophytique en rivière (IBMR) ;
-Guide méthodologique d'application de l'IBMR-AFNOR GA T90-495 (à paraître).


1.1.4. Faune benthique invertébrée
1.1.4.1. Méthodes ou principes applicables en métropole


Cas des cours d'eau peu profonds :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : XP T90-333 (puis NF T90-333 dès son entrée en vigueur) : Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l'eau-Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. Options 2, B et b, c ou d


Cas des cours d'eau profonds :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Protocole expérimental d'échantillonnage « invertébrés » en grands cours d'eau, décembre 2009, université de Metz, Cemagref (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce protocole expérimental).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l'eau-Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau.


Cas des canaux :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Protocole expérimental d'échantillonnage « invertébrés » en grands cours d'eau, décembre 2009, université de Metz, Cemagref (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce protocole expérimental).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l'eau-Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau.


1.1.4.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique


Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice biologique Macroinvertébrés Antilles (IBMA). A paraître en 2016.
Dans l'attente de l'édition du guide méthodologique de mise en œuvre de l'IBMA, hormis en ce qui concerne l'identification des taxons, les référentiels méthodologiques et les spécificités de mise en œuvre sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : XP T90-333 (puis NF T90-333 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes. 2009 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités de l'environnement étudié (H. Touron-Poncet, C. Bernadet, N. Bargier, R. Céréghino. Programme d'étude 2010-2013. Mise au point d'un indice de bioindication de la qualité de l'eau à partir des macroinvertébrés benthiques commun à la Guadeloupe et à la Martinique. Rapport final 2013-V1 (07-06-2013). Université Paul Sabatier Toulouse III/ Ecolab UMR5245, Asconit Consultants.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme XP T 90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. 2010 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités des échantillons antillais (H. Touron-Poncet, C. Bernadet, N. Bargier, R. Céréghino. Programme d'étude 2010-2013. Mise au point d'un indice de bioindication de la qualité de l'eau à partir des macroinvertébrés benthiques commun à la Guadeloupe et à la Martinique. Rapport final 2013-V1 (07-06-2013). Université Paul Sabatier Toulouse III/ Ecolab UMR5245, Asconit Consultants.


1.1.4.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion


Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice Macroinvertébrés Réunion (IRM). A paraître en 2016.
Dans l'attente de l'édition du guide méthodologique de mise en œuvre de l'IBMA, hormis en ce qui concerne l'identification des taxons, les référentiels méthodologiques et les spécificités réunionnaises de mise en œuvre sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : XP T90-333 (puis NF T90-333 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes. 2009 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités de l'environnement étudié, par exemple pour le cas des vallées orientales exposées directement aux typhons (Forcellini M., Grondin H., Mathieu C., Péru N., Richarson M., Sagnes P., Usseglio-Polatera P., Valade P., sous la direction de S. Mérigoux et J. M. Olivier, 2012. Conception d'indices de bio-évaluation de la qualité écologique des rivières de l'île de La Réunion à partir des poissons et des invertébrés benthiques. Rapport final.).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme XP T 90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. 2010 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités des échantillons réunionnais (Forcellini M., Grondin H., Mathieu C., Péru N., Richarson M., Sagnes P., Usseglio-Polatera P., Valade P., sous la direction de S. Mérigoux et J. M. Olivier, 2012. Conception d'indices de bio-évaluation de la qualité écologique des rivières de l'île de La Réunion à partir des poissons et des invertébrés benthiques. Rapport final).


1.1.4.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte


Un indice de bioindication de la qualité de l'eau des cours d'eau de Mayotte à partir des macroinvertébrés benthiques est en cours de développement.
Dans l'attente de la livraison de cet indicateur et de son guide méthodologique de mise en œuvre, les méthodes à utiliser sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : XP T90-333 (puis NF T90-333 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes. 2009 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités de l'environnement étudié (en attente de l'édition du guide ONEMA).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme XP T 90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. 2010 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités des échantillons mahorais (en attente de l'édition du guide ONEMA).


1.1.4.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane


Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice Macroinvertébrés Guyane (SMEG). A paraître en 2016.
Dans l'attente de l'édition du guide méthodologique de mise en œuvre du SMEG, hormis en ce qui concerne l'identification des taxons, les référentiels méthodologiques et les spécificités guyanaises de mise en œuvre sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : XP T90-333 (puis NF T90-333 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes. 2009 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités de l'environnement guyanais, des taxons à échantillonner (en attente de l'édition du guide ONEMA).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme XP T 90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. 2010 ;
-Protocole à adapter en fonction des spécificités des échantillons et des taxons guyanais (en attente de l'édition du guide ONEMA).


1.1.5. Ichtyofaune (et macro-crustacés pour les DOM insulaires)
1.1.5.1. Méthodes ou principes applicables en métropole


Méthode ou principes d'échantillonnage :
Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4,6 et 7 de la norme.
Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Persat H., Feunteun E., Allardi J. (coords), 2011. Les poissons d'eau douce de France. Biotope, Mèze ; Museum National d'Histoire Naturelle, Paris (collection Inventaires et biodiversité), 552 p.) ;
-Biométrie-Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme.


1.1.5.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et Martinique


Pour le cas où cet élément de qualité serait pertinent et dans l'attente de la définition d'un nouvel indice de bioindication de la qualité de l'eau propre aux cours d'eau antillais à partir des poissons et des macro-crustacés, les protocoles d'échantillonnage et d'analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux aux cas antillais.
Méthode ou principes d'échantillonnage recommandés :


-Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4,6 et 7 de la norme.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Biométrie-Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme.


1.1.5.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion


Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice Réunion poissons (IRP). A paraître en 2016.
Dans l'attente de l'édition du guide méthodologique de mise en œuvre de l'IRP, hormis en ce qui concerne l'identification des taxons, les référentiels méthodologiques et les spécificités réunionnaises de mise en œuvre sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Avant le plan d'échantillonnage, la sectorisation est définie suivant la méthode dite « par ambiances » ;
-Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4,6 et 7 de la norme.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Biométrie-Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme.
-Niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Vigneux E., Bosc P., 1999. Atlas des poissons de La Réunion. Edition MNHN, 136 p.).


1.1.5.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte


Pour le cas où cet élément de qualité serait pertinent et dans l'attente de la définition d'un indice de bioindication de la qualité de l'eau propre aux cours d'eau mahorais à partir des poissons, les protocoles d'échantillonnage et d'analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux au cas mahorais.
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Avant le plan d'échantillonnage, la sectorisation est définie suivant la méthode dite « par ambiances » ;
-Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4,6 et 7 de la norme.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Biométrie-Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son entrée en vigueur) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme.
-Niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Marquet G., Valade P., Bosc P., Vigneux E. 2006. Atlas des poissons et des crustacés d'eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles. Muséum National d'Histoire Naturelle, Paris. Patrimoines naturels, 250 p.).


1.1.5.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane (poissons uniquement)


Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice poissons de Guyane (IPG). A paraître en 2016.
Dans l'attente de l'édition du guide méthodologique de mise en œuvre de l'IPG, hormis en ce qui concerne l'identification des taxons, les référentiels méthodologiques et les spécificités Guyanaises de mise en œuvre sont :
Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Méthode standardisée d'échantillonnage des poissons (Tejerina-Garro FL, Mérona B (de), 2000. Gill net sampling standardisation in large rivers of French Guiana (south america). Bull Fr Pêche Piscic 357/358 : 227-240 ;


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Biométrie : Tejerina-Garro FL, Mérona B (de), Oberdorff T, Hugueny B, 2006. A fish-based index of large river quality for French Guiana (South America) : Method and preliminary results. Aquat. Living Resour., 19 : 31-46.
-Niveau de détermination : espèce (réf. : Planquette, P., Keith, P., Le Bail, P. Y.-1996-Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 429p./ Keith, P., Le Bail, P. Y., Planquette, P.-2000-Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 286p./ Le Bail, P. Y., Keith, P., Planquette, P.-2000-Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 2. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 307 p.)


1.2. Eléments physico-chimiques


Ces paramètres sont applicables aux DOM (sauf ceux de la matrice sédiment pour La Réunion).


Tableau 24.-Paramètres physico-chimiques pour les cours d'eau


PARAMÈTRE
physico-chimique
cible

CSP

LIBELLÉ SANDRE DU PARAMÈTRE

CSS

LIBELLÉ SANDRE
du support

CSF

LIBELLÉ SANDRE DE LA FRACTION

CSU

SYMBOLE SANDRE
unité

Groupe 1 (mesuré In situ)

Température

1301

Température de l'Eau

3

Eau

23

Eau brute

27

° C

Oxygène dissous

1311

Oxygène dissous

3

Eau

23

Eau brute

175

mg (O2)/ L

Saturation en O2 dissous

1312

Taux de saturation en oxygène

3

Eau

23

Eau brute

243

%

pH

1302

Potentiel en Hydrogène (pH)

3

Eau

23

Eau brute

264

unité pH

Conductivité

1303

Conductivité à 25° C

3

Eau

23

Eau brute

147

µS/ cm

Groupe 2 (mesuré en laboratoire)

DBO5

1313

Demande Biochimique en oxygène en 5 jours (D. B. O. 5)

3

Eau

23

Eau brute

175

mg (O2)/ L

NKJ

1319

Azote Kjeldahl

3

Eau

23

Eau brute

168

mg (N)/ L

P total

1350

Phosphore total

3

Eau

23

Eau brute

177

mg (P)/ L

MEST

1305

Matières en suspension

3

Eau

23

Eau brute

162

mg/ L

Turbidité*

1295

Turbidité Formazine Néphélométrique

3

Eau

23

Eau brute

232

NFU

Chlorophylle a***

1439

Chlorophylle a

3

Eau

23

Eau brute

133

µg/ L

phéopigments***

1436

Phéopigments

3

Eau

23

Eau brute

133

µg/ L

DCO*

1314

Demande Chimique en Oxygène (D. C. O.)

3

Eau

23

Eau brute

175

mg (O2)/ L

Groupe 2 bis (mesuré en laboratoire)

NH4 +

1335

Ammonium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

169

mg (NH4)/ L

NO3-

1340

Nitrates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

173

mg (NO3)/ L

NO2-

1339

Nitrites

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

171

mg (NO2)/ L

PO4 (3-)

1433

Orthophosphates (PO4)

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

176

mg (PO4)/ L

COD

1841

Carbone Organique

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

163

mg (C)/ L

Silice dissoute

1342

Silicates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

273

mg (SiO2)/ L

Groupe 3 (mesuré en laboratoire)

Chlorures

1337

Chlorures

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

164

mg (Cl)/ L

Sulfates

1338

Sulfates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

179

mg (SO4)/ L

Bicarbonates

1327

Hydrogénocarbonates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

274

mg (HCO3)/ L

Calcium

1374

Calcium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

292

mg (Ca)/ L

Magnésium

1372

Magnésium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

320

mg (Mg)/ L

Sodium

1375

Sodium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

326

mg (Na)/ L

Potassium

1367

Potassium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

316

mg (K)/ L

Dureté TH**

1345

Dureté totale

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

28

° f

TAC

1347

Titre alcalimétrique complet (T. A. C.)

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

28

° f

Groupe 4 (mesuré en laboratoire)

Granulométrie***

6228

Particule inférieures à 20 µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie***

3054

Particule entre [20,63 [µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie***

7042

Particule entre [63,150 [µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie***

7043

Particule entre [150,200 [µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie***

7044

Particule supérieures ou égales à 200 µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Perte au feu***

6578

Perte au feu à 550° C

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Carbone organique total***

1841

Carbone Organique

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Groupe 5 (mesuré en laboratoire)

Aluminium***

1370

Aluminium

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Fer***

1393

Fer

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Manganèse***

1394

Manganèse

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Abréviations : CSP = Code SANDRE paramètre ; CSS = code SANDRE support ; CSF = code SANDRE fraction ; CSU = code SANDRE unité
* : paramètres optionnels
** : paramètres calculés
*** : paramètres non pertinent à La Réunion (insuffisance de la fraction fine du sédiment, forte variabilité temporelle de la granulométrie y compris en période d'étiage)


Définition du groupe 6 : Substances de l'état chimique, polluants spécifiques de l'état écologique et substances pertinentes.
Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire.
Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l'eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l'exception des métaux et métalloïdes et des perchlorates mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l'eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent.
Période de prélèvement :


-Sur support eau :


Pour les groupes 1,2,2 bis et 3 :
Fréquence par plan de gestion : tous les ans ;
Période de prélèvement : toute l'année.
Fréquence annuelle :
Groupes 1,2 et 2 bis : 6 fois par an ;
Groupe 3 : 2 fois par an.
Groupe 6 : les fréquences de contrôle sont définies à l'annexe VI du présent arrêté


-Sur support sédiment :


Fréquence par plan de gestion : tous les trois ans ;
Période de prélèvement : en dehors des périodes de hautes eaux.
Fréquence annuelle :
Groupe 4 et 5 : 1 fois par an.
Groupe 6 : les fréquences de contrôle sont définies à l'annexe VI du présent arrêté.
Pour l'application au cuivre, nickel et zinc des modèles de calcul de la fraction dissoute biodisponible de type BLM (Biotic Ligand Model) il est recommandé de réaliser la mesure du pH, du carbone organique dissous et de la concentration en calcium dissous, en même temps que la mesure de la concentration en métal dissous.
Afin de permettre le calcul de la fraction dissoute biodisponible pour le plomb, il est recommandé de réaliser la mesure du carbone organique dissous, en même temps que la mesure de la concentration en plomb dissous.
Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
Conformément au guide relatif à l'application de l'arrêté du 25 janvier 2010 modifié établissant le programme de surveillance de l'état des eaux, pour les eaux douces de surface (cours d'eau, canaux et plans d'eau).
Dans l'attente de la publication du guide technique relatif à la mise en œuvre du programme de surveillance, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s'appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d'Aquaref dans sa version la plus récente.


1.3. Eléments hydromorphologiques


La mise en œuvre du programme de surveillance pour les éléments de qualité hydromorphologiques nécessite des analyses à différentes échelles spatiales allant de la masse d'eau à la station. Le contrôle de surveillance et le contrôle opérationnel n'impliquent pas les mêmes échelles d'analyse (respectivement échelle du site d'évaluation et échelle de la masse d'eau). Ainsi, pour chaque élément de qualité sont prescrits ci-dessous les paramètres à suivre, les outils et méthodes de description ainsi que leur utilisation pour le Réseau de Contrôle de Surveillance (RCS). Pour le Contrôle Opérationnel (CO), les solutions méthodologiques adéquates sont à définir en fonction du (des) paramètre (s) hydromorphologique (s) pertinent (s). Trois éléments de qualité sont pris en compte pour l'hydromorphologie :


-le régime hydrologique (quantité et dynamique du débit, connexion résultante aux eaux souterraines). Il s'agit également d'une composante majeure des conditions environnementales nécessaire à l'interprétation de la biologie ;
-la continuité écologique. Il s'agit des dimensions longitudinale et latérale de l'hydrosystème. Elle traduit la migration des organismes aquatiques et la continuité sédimentaire (transferts des flux solides) ;
-les conditions morphologiques (types de chenaux, variations de largeur et de profondeur, faciès et vitesses d'écoulement, état du substrat, état et structure des rives, zone riparienne).


Pour les éléments hydromorphologiques, les fréquences de contrôle sont définies :


-pour le RCS à l'annexe VI du présent arrêté ;
-pour le CO à l'annexe X du présent arrêté.


Ces éléments de qualité sont pertinents pour l'ensemble des types de masses d'eau sauf les canaux pour l'hydrologie.


1.3.1. Réseau de Contrôle de Surveillance
1.3.1.1. Régime hydrologique


La surveillance peut être initiée en s'appuyant sur les méthodes et le référentiel de mesure des débits suivants :


-Réseau de mesures national HYDRO ;
-ONEMA-CEMAGREF, 2011. Contrôle des débits réglementaires-Application de l'article L. 214-8 du Code de l'Environnement. Guide technique Police de l'eau, 128 p.


1.3.1.2. Continuité écologique


La surveillance peut être initiée en s'appuyant sur le référentiel des obstacles à l'écoulement (ROE) et le protocole d'informations sur la continuité écologique (ICE), qui porte sur la continuité piscicole à la montaison au niveau de chaque obstacle.
Les méthodes standardisées de suivi et d'évaluation des aspects liées à la dévalaison des organismes vivants et à la continuité sédimentaire ne sont pas disponibles.
Guides de référence :


-ONEMA, 2014. Evaluer le franchissement des obstacles par les poissons. Principes et méthodes. Onema, 200 p.
-ONEMA, 2014. Informations sur la Continuité Ecologique (ICE) : Protocole d'acquisition des données terrain. Onema,. 65 p.
-ONEMA, 2014. Référentiel des Obstacles à l'Ecoulement : Guide d'administration et de gestion partenariale des données
-SANDRE, 2012. Obstacles à l'écoulement, Dictionnaire de données, Présentation des données, 80 p.
-SANDRE, 2012. Description des ouvrages faisant obstacle à l'écoulement, Dictionnaire de données, 128 p.


1.3.1.3. Conditions morphologiques


Le protocole de CARactérisation de l'HYdromorphologie des Cours d'Eau (CARHYCE) est mis en œuvre.
Ce protocole permet de mesurer les conditions morphologiques de la rivière à un débit donné et de donner une image descriptive de la station du réseau de contrôle de surveillance. Les paramètres pris en compte dans le protocole sont multiples : géométrie et largeur du lit, profondeur et débit, pente de la ligne d'eau, faciès d'écoulement, granulométrie, substrats organiques, colmatage, nature des matériaux constitutifs des berges et présence d'habitats caractéristiques, stratification, type et épaisseur de ripisylve, continuités longitudinale et latérale.
Les contrôles sont réalisés en période proche des conditions d'étiage et obligatoirement en dehors de périodes d'événements extrêmes (étiages sévères et hautes eaux).
A ce stade de développement du CARHYCE, le protocole ne s'applique que pour les cours d'eau prospectables à pied.
Guide de référence :


-ONEMA, 2014. CARHYCE : CARactérisation de l'HYdromorphologie des Cours d'Eau : Protocole de recueil de données hydromorphologiques à l'échelle de la station sur des cours d'eau prospectables à pied, version 2.0. Onema, 40 p.


1.3.2. Réseau de Contrôle Opérationnel


Le contrôle opérationnel est établi après avoir identifié, pour l'état des lieux, les masses d'eau en RNAOE (Risque de Non Atteinte des Objectifs Environnementaux) et les pressions hydromorphologiques à l'origine de ce risque. Le contrôle opérationnel est mis en œuvre pour évaluer i). l'état de ces masses d'eau en RNAOE, ii). les changements d'état suite aux programmes de mesures.
Le contrôle opérationnel se focalise sur le ou les éléments de qualité pertinent (s) en utilisant les méthodes et protocoles adaptés.


1.3.2.1. Régime hydrologique


Le contrôle opérationnel peut être initié en s'appuyant sur les méthodes et le référentiel de mesure des débits :


-Réseau de mesures national HYDRO ;
-ONEMA-CEMAGREF, 2011. Contrôle des débits réglementaires-Application de l'article L. 214-8 du Code de l'Environnement. Guide technique Police de l'eau, 128 p.


1.3.2.2. Continuité écologique


La surveillance peut être initiée en s'appuyant sur le référentiel des obstacles à l'écoulement (ROE) et le protocole d'informations sur la continuité écologique (ICE), qui porte sur la continuité piscicole à la montaison au niveau de chaque obstacle.
Les méthodes standardisées de suivi et d'évaluation des aspects liées à la dévalaison des organismes vivants et à la continuité sédimentaire ne sont pas disponibles.
Guides de référence :


-ONEMA, 2014. Evaluer le franchissement des obstacles par les poissons. Principes et méthodes. Onema, 200 p.
-ONEMA, 2014. Informations sur la Continuité Ecologique (ICE) : Protocole d'acquisition des données terrain. Onema,. 65 p.
-ONEMA, 2014. Référentiel des Obstacles à l'Ecoulement : Guide d'administration et de gestion partenariale des données
-SANDRE, 2012. Obstacles à l'écoulement, Dictionnaire de données, Présentation des données, 80 p.
-SANDRE, 2012. Description des ouvrages faisant obstacle à l'écoulement, Dictionnaire de données, 128 p.


1.3.2.3. Conditions morphologiques


Pour le suivi des conditions morphologiques à l'échelle de la masse d'eau, les paramètres les plus pertinents, selon l'avis d'expert, pourront ainsi être pris en compte, en retenant préférentiellement pour caractériser ces paramètres les protocoles des méthodes existantes telles que CARHYCE ou AURAH-CE. Dès lors que l'un de ces protocoles est mis en œuvre, il est recommandé de le réaliser dans son intégralité.
Guides de référence (liste non exhaustive) :


-ONEMA, 2014. CARHYCE : CARactérisation de l'HYdromorphologie des Cours d'Eau : Protocole de recueil de données hydromorphologiques à l'échelle de la station sur des cours d'eau prospectables à pied, version 2.0. Onema, 40 p.
-ONEMA, 2013. Protocole d'AUdit RApide de l'Hydromorphologie des Cours d'Eau (AURAH-CE). Guide, 46 p.


2. Description des outils, méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons pour les plans d'eau
2.1. Eléments biologiques


Les méthodes de mesure, de prélèvement et d'analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous.
Pour les éléments biologiques, les fréquences de contrôle sont indiquées à l'annexe VI du présent arrêté.


2.1.1. Phytoplancton


Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :


-Protocole standardisé d'échantillonnage, de conservation, d'observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d'eau pour la mise en œuvre de la DCE, version 3.3 septembre 2009, CEMAGREF.


2.1.2. Macrophytes (angiospermes, macro-algues, bryophytes)


Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme française : XP T 90-328 (puis NF T90-328 dès son entrée en vigueur). Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d'eau.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : XP T 90-328 (puis NF T90-328 dès son entrée en vigueur). Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d'eau.


2.1.3. Faune benthique invertébrée


Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :


-Méthode en cours de développement, à paraître en 2016 (la méthode sera à appliquer pour le 2e cycle DCE).


2.1.4. Ichtyofaune


Méthode ou principes d'échantillonnage :


-Norme européenne : NF EN 14757 (01-11-2005)-T90-366. Qualité de l'eau-échantillonnage des poissons à l'aide de filets maillants.


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme européenne : NF EN 14757 (01-11-2005)-T90-366. Qualité de l'eau-échantillonnage des poissons à l'aide de filets maillants.


2.1.5. Diatomées


Méthode ou principes d'échantillonnage :


-IRSTEA, 2013. Echantillonnage des communautés de phytobenthos en plan d'eau, 8p (ou version ultérieure).


Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons :


-Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Détermination de l'Indice Biologique Diatomées (IBD).


2.1.6. Cas des départements d'outre mer


En outre-mer, à ce stade des connaissances seule la méthodologie d'échantillonnage du phytoplancton est adaptée. Les autres méthodes ne sont pas nécessairement adaptées aux spécificités des milieux et la pertinence des différents éléments de qualité biologique reste à déterminer. L'ONEMA proposera (en lien avec le pôle ONEMA-IRSTEA d'hydro-écologie des plans d'eau) une méthodologie d'acquisition de données afin de pouvoir qualifier le bon état ou le bon potentiel à dire d'expert.


2.2. Eléments physico-chimiques


Ces paramètres sont applicables aux DOM.


Tableau 25.-Paramètres physico-chimiques pour les plans d'eau


PARAMÈTRE
physico-chimique
cible

CSP

LIBELLÉ SANDRE DU PARAMÈTRE

CSS

LIBELLÉ SANDRE
du support

CSF

LIBELLÉ SANDRE DE LA FRACTION

CSU

SYMBOLE SANDRE
unité****

Groupe 1 (mesuré In situ)

Transparence

1332

Limpidité-Disque de Secchi

3

Eau

23

Eau brute

13

cm

Température

1301

Température de l'Eau

3

Eau

23

Eau brute

27

° C

Oxygène dissous

1311

Oxygène dissous

3

Eau

23

Eau brute

175

mg (O2)/ L

Saturation en O2 dissous

1312

Taux de saturation en oxygène

3

Eau

23

Eau brute

243

%

pH

1302

Potentiel en Hydrogène (pH)

3

Eau

23

Eau brute

264

unité pH

Conductivité

1303

Conductivité à 25° C

3

Eau

23

Eau brute

147

µS/ cm

Cote à l'échelle

1429

Cote à l'échelle lue au moment du prélèvement, ou de l'opération hydrométrique

3

Eau

23

Eau brute

111

m

Matière Organique Dissoutes Fluorescentes

7615

Fluorescence des Matières Organiques Dissoutes aux UV-A

3

Eau

23

Eau brute

579

Ppb QSE

Groupe 2 (mesuré en laboratoire)

NKJ

1319

Azote Kjeldahl

3

Eau

23

Eau brute

168

mg (N)/ L

P total

1350

Phosphore total

3

Eau

23

Eau brute

582

µg (P)/ L

MEST

1305

Matières en suspension

3

Eau

23

Eau brute

162

mg/ L

Turbidité

1295

Turbidité Formazine Néphélométrique

3

Eau

23

Eau brute

232

NFU

Teneur en matière minérale

2835

Teneur en matière minérale

3

Eau

23

Eau brute

162

mg/ L

Chlorophylle a

1439

Chlorophylle a

3

Eau

23

Eau brute

133

µg/ L

phéopigments

1436

Phéopigments

3

Eau

23

Eau brute

133

µg/ L

Groupe 2 bis (mesuré en laboratoire)

NH4 +

1335

Ammonium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

378

µg (NH4)/ L

NO3-

1340

Nitrates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

173

mg (NO3)/ L

NO2-

1339

Nitrites

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

583

µg (NO2)/ L

PO4 (3-)

1433

Orthophosphates (PO4)

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

379

µg (PO4)/ L

COD

1841

Carbone Organique

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

163

mg (C)/ L

Silice dissoute

1342

Silicates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

273

mg (SiO2)/ L

Groupe 3 (mesuré en laboratoire)

Chlorures

1337

Chlorures

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

164

mg (Cl)/ L

Sulfates

1338

Sulfates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

179

mg (SO4)/ L

Bicarbonates

1327

Hydrogénocarbonates

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

274

mg (HCO3)/ L

Calcium

1374

Calcium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

292

mg (Ca)/ L

Magnésium

1372

Magnésium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

320

mg (Mg)/ L

Sodium

1375

Sodium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

326

mg (Na)/ L

Potassium

1367

Potassium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

316

mg (K)/ L

Dureté TH**

1345

Dureté totale

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

28

° f

TA***

1346

Titre alcalimétrique (T. A.)

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

28

° f

TAC***

1347

Titre alcalimétrique complet (T. A. C.)

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

28

° f

Aluminium

1370

Aluminium

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

278

µg (Al)/ L

Fer

1393

Fer

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

307

µg (Fe)/ L

Manganèse

1394

Manganèse

3

Eau

3

Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...)

321

µg (Mn)/ L

Groupe 4 (mesuré en laboratoire)

Carbone organique total

1841

Carbone Organique

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

NKJ

1319

Azote Kjeldahl

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Phosphore total

1350

Phosphore total

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Perte au feu

6578

Perte au feu à 550° C

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

245

% poids sec

Granulométrie

6228

Particule inférieures à 20 µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie

3054

Particule entre [20,63 [µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie

7042

Particule entre [63,150 [µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie

7043

Particule entre [150,200 [µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Granulométrie

7044

Particule supérieures ou égales à 200 µm de sédiments

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

246

% poids sec

Groupe 4 bis (mesuré en laboratoire)

PO4 (3-)

1433

Orthophosphates (PO4)

6

Sédiments

5

Eau interstitielle sédiments

379

µg (PO4)/ L

Phosphore total

1350

Phosphore total

6

Sédiments

5

Eau interstitielle sédiments

582

µg (P)/ L

NH4 +

1335

Ammonium

6

Sédiments

5

Eau interstitielle sédiments

378

µg (NH4)/ L

Groupe 5 (mesuré en laboratoire)

Aluminium

1370

Aluminium

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Fer

1393

Fer

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Manganèse

1394

Manganèse

6

Sédiments

32

Particule < 2 mm de sédiments

160

mg/ (kg MS)

Abréviations : CSP = Code SANDRE paramètre ; CSS = code SANDRE support ; CSF = code SANDRE fraction ; CSU = code SANDRE unité
* : paramètres optionnels
** : paramètres calculés
*** : TAC (à privilégier) ou TA
**** : Le « code SANDRE unité » indique l'unité dans laquelle doit être exprimée la mesure. Cette unité ne remet pas en cause la limite de quantification du paramètre fixée par avis en application de l'arrêté du 27 octobre 2011 portant modalités d'agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l'eau et des milieux aquatiques.


Définition du groupe 6 : Substances de l'état chimique, polluants spécifiques de l'état écologique et substances pertinentes.
Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire.
Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l'eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l'exception des métaux et métalloïdes et des perchlorates mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l'eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent.
Fréquence d'analyse et période de prélèvement :
Fréquence par plan de gestion : 1 fois (ou 2 fois dans les cas prévus au tableau 35 de l'annexe VI) ;
Période de prélèvement : selon les paramètres-modalités de suivi à adapter pour les plans d'eau d'altitude.
Groupes 1,2 et 2 bis : 4 fois par an, mêmes périodes que le phytoplancton.
Groupe 3 : 1 fois par an (fin de période de mélange hivernal).
Groupes 4,4 bis et 5 : 1 fois par an (de préférence, fin d'été).
Groupe 6 : la fréquence de contrôle est indiquée à l'annexe VI du présent arrêté
Dans la mesure du possible, les campagnes pour les paramètres des groupes 1 à 3 seront réalisées au jour (+/-1 ou 2 jours) du passage des satellites dont les dates seront communiquées pour chaque plan d'eau par le Pôle Onema-Irstea Plans d'Eau.
Pour l'application au cuivre, nickel et zinc des modèles de calcul de la fraction dissoute biodisponible de type BLM (Biotic Ligand Model) il est recommandé de réaliser la mesure du pH, du carbone organique dissous et de la concentration en calcium dissous, en même temps que la mesure de la concentration en métal dissous.
Afin de permettre le calcul de la fraction dissoute biodisponible pour le plomb, il est recommandé de réaliser la mesure du carbone organique dissous, en même temps que la mesure de la concentration en plomb dissous.
Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
Conformément au guide relatif à l'application de l'arrêté du 25 janvier 2010 modifié établissant le programme de surveillance de l'état des eaux, pour les eaux douces de surface (cours d'eau, canaux et plans d'eau).
Dans l'attente de la publication du guide technique relatif à la mise en œuvre du programme de surveillance, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s'appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d'Aquaref dans sa version la plus récente.


2.3. Eléments hydromorphologiques


Pour chaque élément de qualité sont précisés ci-dessous les paramètres à suivre, les outils et méthodes de description. Pour les plans d'eau il n'est pas nécessaire de distinguer le Contrôle de Surveillance (RCS) du Contrôle Opérationnel (RCO). Deux éléments de qualité sont pris en compte :


-le régime hydrologique (amplitude et dynamique du marnage, quantité et dynamique des débits entrant et sortant, temps de séjour, connexion avec les eaux souterraines) ;
-les conditions morphologiques (état et structure des rives, variation de la profondeur du lac, état et structure du substrat).


Pour les éléments hydromorphologiques, les fréquences de contrôle sont définies :


-pour le RCS à l'annexe VI du présent arrêté ;
-pour le CO à l'annexe X du présent arrêté.


Pour les conditions morphologiques, un système d'analyse intégrant les échelles de fonctionnement hydromorphologique a été élaboré pour les plans d'eau. Ce système permet d'apprécier les pressions et les altérations des conditions morphologiques s'exerçant sur les plans d'eau :


-à l'échelle du bassin versant (risque d'apport de sédiments fins par érosion des sols, risque de rupture de la continuité avec les tributaires, occupation des sols, infrastructures, imperméabilisation des sols et modifications des flux liquides …) ;
-à l'échelle du plan d'eau (artificialisation des rives, ripisylve, forme et profondeurs de la cuvette, structure et substrat du lit …) ;
-en prenant en compte la structure et l'aménagement des corridors qui l'entourent (urbanisation des corridors, fragmentation de la ripisylve, voies de communication dans les corridors...).


L'emboîtement de différents outils permet de produire une expertise des altérations des éléments de qualité hydromorphologique fondée sur des paramètres robustes et homogènes au plan national. En outre, il permet également de replacer les altérations des conditions morphologiques observées au niveau du plan d'eau dans le contexte d'aménagement du bassin versant et d'en analyser les causes probables. Plus qu'une simple description c'est donc un système intégrant les échelles d'organisation des processus hydromorphologiques qui a été construit.
Les conditions morphologiques sont déclinées en trois éléments :


-la structure de la rive ;
-la variation de la profondeur du lac ;
-la quantité, la structure et le substrat du lit.


Les descriptions de la structure et des aménagements des corridors, des berges, et des habitats des rives sont assurées par les protocoles ALBER (ALtérations des BERges), et CHARLI (Caractérisation des HAbitats (structure physique du lit) des Rives et du Littoral des plans d'eau).
Les variations de formes et de profondeurs du plan d'eau sont décrites par une méthode standardisée de relevés bathymétriques (BATHYMETRIE).
Les paramètres physiques relevés par ces protocoles permettent de caractériser chaque plan d'eau suivi et de mieux comprendre l'influence de l'hydromorphologie sur les résultats biologiques observés. Ces données seront combinées en différentes métriques hydromorphologiques qui permettront de quantifier le niveau d'altération physique par comparaison à des modèles de référence par type de plan d'eau. Ces indicateurs de qualité hydromorphologiques sont en cours de développement au sein du pôle Onema-Irstea d'Aix-en-Provence.
Les protocoles développés et standardisés, à utiliser pour recueillir les données du contrôle de surveillance et du contrôle opérationnel concernant les conditions morphologiques des plans d'eau sont listés ci-dessous. Ces méthodes sont applicables aux DOM.
Protocoles Terrain par les opérateurs de bassin et les DIR :
ALBER = Protocole de terrain consacré à la caractérisation des ALtérations des BERges des plans d'eau. Les données doivent être fournies sous le format numérique SIG préconisé dans le protocole. Ce protocole est en cours de normalisation AFNOR en 2014.
Guides de référence :
Alleaume S., Baudoin J.-M., Heyd C., Lanoiselée C. et Argillier C., 2014. Protocole de caractérisation des Altérations des Berges-Alber. Projet de norme. Rapport intermédiaire, 17 p.
Onema-Irstea, 2012. Protocole de caractérisation des Altérations des Berges. Rapport Pôle Onema-Irstea, (version 2012.2)
Alleaume et al., 2010. ALBER : Protocole de caractérisation des ALtérations des BERges, 25 p.
CHARLI = Protocole de terrain consacré à la Caractérisation des HAbitats (structure physique du lit) des Rives et du Littoral des plans d'eau. Ce protocole est en cours de normalisation AFNOR en 2014. Les données doivent être fournies sous le format numérique SIG préconisé dans le protocole.
Guides de référence :
Alleaume S., Baudoin J.-M., Heyd C., Lanoiselée C. et Argillier C., 2014. Protocole de Caractérisation des HAbitats des Rives et du Littoral-Charli. Projet de norme. Rapport intermédiaire, 22 p.
Onema-Irstea, 2012. Charli : Protocole de Caractérisation des HAbitats des Rives et du Littoral. Rapport Pôle Onema-Irstea, version 2012.3.
Alleaume et al., 2010. CHARLI : Protocole de Caractérisation des HAbitats des Rives et du Littoral. Rapport du pôle ONEMA/ CEMAGREF, 20 p.
BATHYMETRIE = Protocole de terrain d'analyse bathymétrique de la forme et des variations de profondeur du plan d'eau. Les données doivent être fournies sous format numérique. La bathymétrie constitue une donnée initiale et doit être réactualisée dès lors que l'on se trouve dans des systèmes très évolutifs (facteurs naturels ou anthropiques).
Guide de référence :
Alleaume et al., 2010. Bathymétrie des plans d'eau. Protocole d'échantillonnage et descripteurs morphométriques. Rapport du pôle ONEMA/ CEMAGREF, 24 p.


3. Description des outils, méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons pour les eaux littorales
3.1. Eléments biologiques


Les méthodes de mesure, de prélèvement et d'analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous. Les fréquences de contrôle sont indiquées à l'annexe VI du présent arrêté.


3.1.1. Phytoplancton


Protocole d'échantillonnage
Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et :


-pour les eaux côtières de Manche et d'Atlantique, de préférence en dehors de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures ;
-pour les eaux côtières de Méditerranée, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée, et hors influence directe de sources de perturbation ;
-pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée et hors période de vent ;
-pour les eaux de transition estuariennes, au centre du fleuve, à pleine mer plus ou moins deux heures.


Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à d'une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009).
Méthode d'analyse
Les paramètres mesurés sont la biomasse (chlorophylle a), l'abondance (phytoplancton total) et la composition taxinomique.
La concentration en chlorophylle-a peut être déterminée après filtration et extraction à l'aide de 3 techniques :


-la méthode spectrophotométrique (Aminot et Kérouel, 2004),
-la méthode fluorimétrique (Aminot et Kérouel, 2004)
-la méthode chromatographique (van Heukelem and Thomas, 2001 ; Wright et al., 1991 ; Zapata et al., 2000)


Les résultats sont exprimés en microgramme par litre d'eau brute.
Dans l'état d'avancement technologique actuel, les mesures de chlorophylle a obtenues à l'aide de capteurs de fluorescence in vivo sont des mesures semi-quantitatives qui ne peuvent pas être interprétées avec la même grille de lecture que les mesures réalisées au laboratoire avec les méthodes décrites ci-dessus.
Par contre, dans la mesure où l'équivalence des résultats a été démontrée, il est possible d'utiliser les images satellites pour l'évaluation de la chlorophylle a en masse d'eau côtière.
L'abondance consiste à compter les cellules de picoplancton et de nanoplancton (Sieburth et al., 1978) par cytométrie de flux. Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d'eau brute.
L'identification et le dénombrement des cellules phytoplanctoniques sont effectués sous microscope inversé selon la méthode d'Uthermöhl (1958). Les procédures sont décrites dans la norme NF EN 15204. L'identification se fait au plus précis, espèce ou genre si possible, sinon à un niveau taxonomique supérieur (famille, voire classe). Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d'eau brute.
Références :
Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins-Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin (HYPERLINK " http :// envlit. ifremer. fr/ var/ envlit/ storage/ documents/ dossiers/ prelevementhydro/ presentation. html " http :// envlit. ifremer. fr/ var/ envlit/ storage/ documents/ dossiers/ prelevementhydro/ presentation. html)
Norme NF EN 15204 (2006). Qualité de l'eau-Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl). 39 pages.
Miossec L. (2013) Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013,32 p.
Sieburth, J., Smetacek, V., Lenz, J. (1978). Pelagic ecosystem structure : heterotrophic compartments of the plankton and their relationship to plankton size fractions. Limnol. Oceanogr. 23 : 1256-1263.
Uthermöhl H. (1958). Zur vervolkommnung der quantitativen phytoplankton methodik. Mit. tint. ver theor. angew. Limnol. 9 : 1-38.
Van Heukelem L., Thomas C (2001). Computer-assisted high-performance liquid chromatography method development with applications to the isolation and analysis of phytoplankton pigments. Journal of chromatography A, 910,31-49.
Wright, S. W., Jeffrey, S. W., Mantoura R. F. C., Lewellyn C. A., Bjornland T., Repeta D., Welschmeyer N. A. (1991). Improved HPLC method for the analysis of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton. Marine Ecology Progress Series 77 : 183-196.
Zapata, M, Rodríguez, F., Garrido J., (2000). Separation of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton : a new HPLC method using a reversed phase C8 column and pyridine-containing mobile phases. Marine Ecology Progress Series 195 : 29-45.


3.1.2. Macro-algues (eaux côtières-façade Méditerranée)


Protocole d'échantillonnage
Concerne les substrats durs en mésolittoral et limite supérieur de l'infralittoral.
Observations et relevés à partir d'un zodiac, positionné à 3 m du bord ; période d'observation Mai-Juin.
Méthode d'analyse
Géomorphologie et présence/ absence et abondance des communautés littorales notées directement sur carte ou photos aériennes sur le linéaire côtier découpé en unités de 50m de long.
Références
Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale-CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies-Rapport AQUAREF 2014-13 p (sous presse) (nb de pages).
Thibaut T., Mannoni PA. 2007. Cartographie des paysages marins : encorbellements à Lithophyllum et faciès à cystoseires Site Natura 2000 FR 9301624-Cap Lardier-Cap Taillat-Cap Camarat. Contrat GIS Posidonie & Observatoire Marin du Littoral des Maures, ECOMERS publ. Nice, 18 p.
Thibaut T., Mannoni P. A., Markovic L., Geoffroy K., Cottalorda J. M. 2008. Préfiguration du réseau macraolgues-Bassin Rhône Méditerranée Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau. Contrat Agence de l'Eau RMC-Unsa : 38 p + Atlas cartographique.
Thibaut T. et L. Markovic (2009). Préfiguration du réseau macroalgues-Bassin Rhône Méditerranée.
Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau-Ensemble du littoral rocheux continental français de Méditerranée. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/ Université de Nice-Sophia Antipolis, convention 2009 01 11,31 pages.
Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2010). Préfiguration du réseau macroalgues-Bassin Rhône Méditerranée Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau-Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/ Université de Nice-Sophia Antipolis, convention 2009 1431,24 pages.
Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2011). Préfiguration du réseau macroalgues-Bassin Rhône Méditerranée Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau-Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/ Université de Nice-Sophia Antipolis, convention 2011 011,22 pages.


3.1.3. Macro-algues de type bloom à ulves (eaux côtières et de transition-façade Manche Atlantique)


Protocole d'échantillonnage
Données collectées sur photos aériennes prises lors de 3 survols annuels en mai, juillet et septembre en période de vive-eau (coefficient supérieur à 75) ; appareil de type CESSNA ; attitude du vol entre 1 500 et 4 000 pieds ; survols suivis de contrôle terrain si échouages détectables avec récolte d'algues.
Méthode d'analyse
Intégration et géo-référencement des photos aériennes dans un SIG, digitalisation des dépôts d'algues et estimation visuelle du pourcentage de couverture algale dans ces dépôts ; évaluation des surfaces potentiellement colonisables sur carte IGN (1/ 25000e) et sur photos aériennes ; identification des espèces récoltées sous microscope.
Références :
Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013-32 p.


3.1.4. Macro-algues de substrat dur intertidal (eaux côtières-façade Manche Atlantique)


Protocole d'échantillonnage
Evaluation des surfaces couvertes et identification in situ d'espèces algales caractéristiques et opportunistes sur substrat rocheux de l'estran par coefficients de marée supérieurs à 95 entre mars et juillet ; l'analyse se fait dans 3 × 3 quadrats (n = 9) positionnés de manière aléatoire dans chacune des ceintures identifiées de l'estran (2 ou 6 ceintures suivant les secteurs).
Méthode d'analyse
Déterminations algales à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous loupe binoculaire) ; les superficies sont réalisées à l'oeil nu ou bien à l'aide d'un GPS et du logiciel ARGIS.
Références :
Miossec L., Soudant D. et Le Stum M.-Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.


3.1.5. Macro-algues de substrat dur subtidal (eaux côtières-façade Manche Atlantique)


Protocole d'échantillonnage
Identification qualitative et quantitative en plongée d'espèces algales caractéristiques et opportunistes et des invertébrés fixés, sur quadrats, dans l'infralittoral et le circalittoral côtier et à 3 profondeurs fixes entre mi-mars et mi-juillet.
Méthode d'analyse
Les déterminations algales se font à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous microscope et loupe binoculaire) ; les comptages et mesures à différentes profondeurs (comprenant aussi les mesures des longueurs des stipes de Laminaria hyperborea et la surface moyenne des épibioses) sont également réalisés principalement in situ et ex situ lorsque cette espèce est présente en forte densité. De plus, un échantillonnage de la faune de l'infralittoral supérieur et du circalittoral côtier est réalisé.
Références :
Derrien-Courtel S. et Le Gal A.-Protocole de surveillance DCE pour l'élément de qualité « Macroalgues subtidales »-second cycle de suivi (DCE-2). Rapport du Museum National d'Histoire Naturelle, station de Biologie Marine de Concarneau, janvier 2014.
Le Gal A. et Derrien-Courtel S. Quality Index of Subtidal Macroalgae (QISubMac), a suitable tool for ecological quality status assessment under the scope of European Water Framework Directive. Submitted to Ecological indicators, 23/02/2015.
Miossec L., Soudant D. et Le Stum M.-Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.


3.1.6. Angiospermes (eaux côtières-façade Méditerranée)


Protocole d'échantillonnage
Prélèvements et observations réalisées en plongée, de préférence en avril ; relevés de la profondeur de la limite inférieure et de l'état dynamique (échelle qualitative) de l'herbier à cette profondeur ; à 15m, relevé du nombre de faisceaux dans des quadrats (0,16 m ² ; 20 quadrats) et prélèvements de faisceaux (n = 20).
Méthode d'analyse
Biométrie des feuilles ; pesées des feuilles et des épibiontes des feuilles (poids sec).
Références :
Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale-CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies-Rapport AQUAREF 2014-13 p (sous presse).
Gobert S., S. Sartoretto, V. Rico-Raimondino, B. Andral, A. Chery, P. Lejeune et P. Boissery. 2009. Assessment of the ecologicol status of Mediterranean French coastal waters as required by the Water Framework Directive using the Posidonia oceanica Rapid Easy Index : PREI. Marine Pollution Bulletin, 58,1727-1733.
Sartoretto S. 2008. Soutien méthodologique à la mise en œuvre de la Directive Cadre Eau (item : herbier de posidonie)-Validation du protocole de calcul de l'EQR (District Rhône et côtiers méditerranéens). RST/ DOP/ LER-PAC/08-01,40 pages.


3.1.7. Angiospermes (eaux côtières et de transition-façade Manche Atlantique)


Protocole d'échantillonnage
Zostera noltii
L'échantillonnage est réalisé entre août et septembre, période de biomasses maximales. Les relevés de densité des zostères se font à partir d'une grille d'échantillonnage par estimation visuelle et prise de photos ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues.
Zostera marina
Echantillonnage au printemps en Manche Atlantique et entre fin août et début septembre en Aquitaine ; relevé du type biosédimentaire ; comptage et prélèvement de pieds de zostères dans quadrats ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues
Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.
Méthode d'analyse
Zostera noltii
Evaluation semi-quantitative et visuelle du taux de recouvrement de Z. noltii confirmée par une analyse semi-automatique des photos à l'aide d'un logiciel ; pesées des macroalgues après séchage (poids sec) ; analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments (poids sec et poids de cendre).
Zostera marina
Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope.
Biométrie des échantillons de zostères prélevés ; étuvage des échantillons pour calcul de biomasse (poids sec et poids de cendre) ; biométrie des macroalgues ; pesée des épiphytes présents sur les feuilles ; évaluation en % du wasting disease.
Références :
Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013-32 p.
Auby I., Dalloyau S., Fortune M., Hily C., Oger-Jeanneret H. Plus M., Sauriau P-G, Trut G., Protocole de suivi stationnel des herbiers à Zostères pour la Directive Cadre sur l'Eau (DCE) Zostera marina, Zostera noltii. Rapport Ifremer RST/ LER/ MPL/13.01, mars 2013.


3.1.8. Macroalgues et angiospermes (eaux de transition-façade Méditerranée)


Protocole d'échantillonnage
Prélèvements et observations réalisées en surface ou en plongée suivant la profondeur, au printemps, avant les mortalités estivales ; la trajectoire du plongeur se fait en cercle autour du bateau (surface environ 120 m ²) ; relevés du taux de recouvrement végétal total, du taux de recouvrement relatif des espèces de référence et de la richesse spécifique ; relevé de la profondeur ; prélèvement de sédiment.
Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.
Méthode d'analyse
Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).
Références :
Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale-CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies-Rapport AQUAREF 2014-13 p (nb de pages).
Lauret M., J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.


3.1.9. Invertébrés benthiques de substrat meuble (façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)


Protocole d'échantillonnage


-Façade Manche Atlantique (eaux côtières et de transition)
-zone intertidale : échantillonnage à l'aide d'un carottier ou d'un quadrat (surfaces entre 0,03 et 0, 1m2-de 5 à 9 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1mm
-zone subtidale : échantillonnage, à l'aide de bennes Van Veen, Smith-Mc Intyre ou Ekman-Birge (surfaces entre 0,025 et 0, 1m2-de 5 et 10 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1mm
-Façade Méditerranée (eaux côtières)
-échantillonnage à l'aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m2, 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1mm
-Façade Méditerranée (eaux de transition)
-prélèvements réalisés à l'aide d'une benne Eckmann-Birge (surface de 0,0225 m ² ; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n = 3 par station) et mesure du potentiel d'oxydo-réduction avec un eH-mètre Poncelle


Méthode d'analyse
Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement et pesée (poids sec) ; les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l'abondance spécifique, la biomasse spécifique.
Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.
Références :
Norme NF EN ISO 16665 (Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles)


3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (La Réunion)


Protocole d'échantillonnage


-Echantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m ², 5 réplicats par station pour l'analyse faunistique et 1 pour l'analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1mm


Méthode d'analyse
Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est l'abondance par taxon.
Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.
Références :
Norme NF EN ISO 16665 (Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles)
Ropert Michel, Bigot Lionel, Frouin Patrick, Maurel Laurence, Scolan Pierre, Duval Magali, Le Goff Ronan, Talec Pascal, Turquet Jean, Vermenot Coralie (2012). Fascicule technique pour la mise en oeuvre du réseau de contrôle de surveillance DCE " Benthos de Substrats Meubles " à La Réunion. http :// archimer. ifremer. fr/ doc/00168/27913/


3.1.11. Benthos récifal-pente externe (La Réunion)


Protocole d'échantillonnage
L'échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d'échantillonnage sont mise en œuvre : Line Intercept Transect (3 x 20 m), Belt Transect (3 x 20 m x 4 m) et Quadrat (5 x 1 m2).
NB : Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l'indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires.
Méthode d'analyse
Les paramètres relevés en plongée et synthétisés au bureau sont pour les coraux dur : le recouvrement en corail vivant, le recouvrement en acropores branchus et tabulaires ; pour les algues : le recouvrement en algues dressées et le recouvrement en algues calcaires ; pour les alcyonaires : le recouvrement.
NB : la liste complète des paramètres à relever pour faire évoluer l'indicateur sont pour les coraux : le recouvrement, les groupes fonctionnels, les taxons, les maladies et nécroses, le recrutement ; pour les algues : le recouvrement et les groupes fonctionnels ; pour les invertébrés : l'abondance.
Références :
Ropert Michel, Bigot Lionel, Chabanet Pascale, Cuet Pascale, Nicet Jean-Benoit, Maurel Laurence, Scolan Pierre, Cambert Harold, Cauvin Bruce, Duval Magali, Le Goff Ronan, Pothin Karine, Mouquet Pascal, Quod Jean-Pascal, Talec Pascal, Turquet Jean, Vermenot Coralie, Zubia Mayalen (2012). Fascicule technique pour la mise en oeuvre du réseau de contrôle de surveillance DCE " Benthos de Substrats Durs " à La Réunion. http :// archimer. ifremer. fr/ doc/00167/27806/
Hill J. et Wilkinson C., 2004. Methods for Ecological Monitoring of Coral Reefs. Version 1. Livre 123p.


3.1.12. Poissons (eaux de transition-façade Manche Atlantique)


Protocole d'échantillonnage
Echantillonnage au chalut à perche, de taille adaptée à celle de l'estuaire :


-pour les grands estuaires (par exemple Gironde, Loire, Seine) : grand chalut à perche classique de 3 mètres ;
-pour les estuaires de taille moyenne ou réduite, ou encore avec des fonds irréguliers (par exemple Adour, Charente) : petit chalut à perche de 1,5 mètre.


Le secteur d'étude est situé dans la partie tidale des estuaires. La répartition des zones d'échantillonnage dans l'estuaire devra être représentative de ceux-ci.
Pour les estuaires présentant 3 zones halines : à l'intérieur de chaque MET, répartition des traits de chalut à perche, au sein de la zone la plus aval, de la zone médiane et de la zone plus amont, de manière à échantillonner les trois secteurs de salinité différente de manière homogène, avec un minimum de 8 traits au sein de chaque zone haline.
Pour les estuaires ne présentant pas les 3 zones halines : échantillonnage selon une répartition géographique de ses zones halines, en intégrant la majeure partie de ses habitats essentiels.
Pour les masses d'eau ne présentant qu'une seule zone haline, un minimum de 12 traits sera effectué.
Des variables environnementales sont aussi relevées (température, salinité, conductivité, oxygène dissous au fond). Une norme AFNOR décrivant l'échantillonnage des poissons en estuaire à l'aide de chalut à perche est disponible.
Méthode d'analyse
Les captures de chaque trait de chalut sont traitées autant que possible à bord : identifications, mesures, pesées. Pour les très petits individus et les juvéniles, une conservation en vue d'un examen au laboratoire peut être nécessaire (glace ou possibilités de réfrigération, si besoin éviter le formol et préférer l'alcool).


-Identification jusqu'à l'espèce.
-Mesures à la fourche (et au mm) pour les espèces ayant une fourche et longueur totale pour les autres espèces. En cas d'effectif supérieur à 30 individus, pour une espèce dans un trait, seul un échantillon (30 poissons pris au hasard) représentatif des tailles de l'ensemble du trait, est mesuré ; les individus surnuméraires étant uniquement comptés pour obtenir l'effectif global. En cas de très gros échantillon, un sous-échantillonnage est réalisé pour estimer l'effectif total de l'échantillon.
-Le poids total par espèce et par trait est noté. Pour les individus de plus de 50 g, le poids individuel est aussi relevé. En cas de traitement au laboratoire les poids individuels inférieurs à 50 g sont aussi notés.


Références :
Lepage M, Girardin M., Bouju V., 2009. Inventaire Poisson dans les eaux de transition. Protocole d'échantillonnage pour les Districts de la façade Atlantique et Manche. Version 3 du 06/04/2009. CEMAGREF, 29 p.
AFNOR (2011). XP T 90-701 juin 2011-Qualité de l'eau-Echantillonnage au chalut à perche des communautés de poissons dans les estuaires. Norme expérimentale. 16 p.


3.2. Eléments physico-chimiques en eaux littorales


Les méthodes de mesure, de prélèvement et d'analyse à utiliser pour les contrôles des éléments physico-chimiques sont celles indiquées ci-dessous. Les fréquences de contrôle sont indiquées à l'annexe VI du présent arrêté.


3.2.1. Température, salinité, transparence, oxygène dissous


Protocole d'échantillonnage
Les mesures de température, salinité, turbidité et oxygène dissous sont effectuées en sub-surface (0-1 m) de préférence in situ. Les mesures d'oxygène dissous effectuées au fond de la colonne d'eau sont obligatoirement associées à des mesures de température et de salinité. Lorsque le matériel le permet, il est souhaitable d'effectuer un profil de ces trois paramètres sur l'ensemble de la colonne d'eau.
Méthode d'analyse
Les mesures de température, salinité, turbidité et de l'oxygène sont effectuées in situ à l'aide de sondes (Daniel, 2009). Les mesures de salinité et de turbidité peuvent être toutefois effectuées sur échantillon au laboratoire dans des délais acceptables (Aminot et Kérouel, 2004).
Les sondes doivent faire l'objet d'opérations rigoureuses de métrologie (contrôle, vérification, étalonnage). Les capteurs de turbidité doivent être conformes aux spécifications de la norme NF EN ISO 7027.
Références :
Aminot A. et Kérouel R., 2004. Hydrologie des écosystèmes marins-Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336 p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin (http :// envlit. ifremer. fr/ var/ envlit/ storage/ documents/ dossiers/ prelevementhydro/ presentation. html)


3.2.2. Nutriments


Protocole d'échantillonnage
Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et :


-pour les eaux côtières de Manche et d'Atlantique, de préférence en dehors de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures ;
-pour les eaux côtières de Méditerranée, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée, et hors influence directe de sources de perturbation ;
-pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée et hors période de vent ;
-pour les eaux de transition estuariennes, au centre du fleuve, à pleine mer plus ou moins deux heures.


Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à l'aide d'une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009).
Méthode d'analyse
Les nutriments inorganiques dissous (ammonium, nitrate, nitrite, orthophosphate, orthosilicate) et les nutriments dissous totaux (azote total dissous et phosphore total dissous) sont dosés de préférence en flux continu selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2007) ou de façon « manuelle » selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2004). Ces méthodes ont fait l'objet de fiches méthodes AQUAREF (http :// www. aquaref. fr).
Références :
Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins-Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336 p.
Aminot A. et Kérouel R. (2007). Dosage automatique des nutriments dans les eaux marines : méthodes en flux continu. Ed. Ifremer, 188 p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin.
(http :// envlit. ifremer. fr/ var/ envlit/ storage/ documents/ dossiers/ prelevementhydro/ presentation. html)


3.2.3. Micropolluants


Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire.
Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l'eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l'exception des métaux mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l'eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent.


4. Description des outils, méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons pour les eaux souterraines


Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons :
Conformément au guide relatif à la mise en œuvre du programme de surveillance.
Dans l'attente de la publication du guide technique relatif à la mise en œuvre du programme de surveillance, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s'appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d'Aquaref dans sa version la plus récente.


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